انجماد و ذخیره اسپرم طیور

انجماد و ذخیره اسپرم طیور

نگارندگان:عباس فرشاد1، مهدی اسلامی هنر2 ،عباس کوهی خور3

1- استادیار دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه کردستان.

2- دانشجویان کارشناسی ارشداصلاح نژاد دام، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه کردستان.

3- دانشجویان کارشناسی ارشدفیزیولوژی دام، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه کردستان.

مقدمه

از زمانی که تکنیک تلقیح مصنوعی در 1936 ابداع شد، پیشرفت های زیادی در ارتقاء عملکرد آن صورت گرفته است(15). لازمه استفاده بهینه از تلقیح مصنوعی، امکان ذخیره سازی اسپرم بصورت مایع و منجمد می باشد، امّا محدودیت های زمانی ذخیره سازی بصورت مایع موجب گرایش بسوی انجماد اسپرم شده است(4). هرچند استفاده از تکنیک تلقیح مصنوعی و ذخیره سازی اسپرم بیشتر در بوقلمون (4، 9 و 13)، طیور گوشتی (2 و 14)، پرندگان در حال انقراض(1، 5 و 15) و یا برنامه های اصلاح نژادی (7، 9 و11) می باشد ولی مزیّت های فراوان، موجب گسترش همه جانبه این تکنیک در صنعت طیور شده است(5، 7 و14). انجماد اسپرم پرندگان در حدود 50 سال است که مورد مطالعه قرار گرفته و روش های گوناگونی در این راستا توسعه یافته است(14). نگهداری طولانی مدت و حمل و نقل آسان (8)، ایجاد بانک ژنوم برای نژادهای بومی، برتر و گونه های در حال انقراض(1، 2، 5، 8 و 15)، عدم نیاز به نگهداری پرنده نر درواحد های پرورش طیور (5 و 15) و کاهش انتقال بیماری ها(3) از اهداف اصلی انجماد اسپرم طیور می باشد. با توجه به ضرورت نگهداری طولانی مدت اسپرم نیاز به تحقیقات بیشتر جهت بهینه نمودن کیفیّت اسپرم منجمد ضروری به نظر می رسد. درمقاله مروری حاضر سعی شده است جنبه های مختلف ذخیره و انجماد اسپرم طیور، مورد بررسی قرارگیرد.

ذخیره و نگهداری اسپرم

در انتخاب روش ذخیره و نگهداری اسپرم فاکتورهایی چون میزان باروری، استفاده از کمترین میزان اسپرم همراه با بیشترین مدت باروری (تولیدمقدار بیشتر تخم بارور پس از یک تلقیح )، افزایش توانایی هتچ تخم های بارور و استفاده از حداقل تعداد نر مورد توجه می باشد(6). استفاده از اسپرم تازه بیشترین باروری و هتچ را به همراه دارد(7و14)، ولی با توجه به مشکلات مربوط به نمونه گیری مستمر و عدم دسترسی همیشگی به لاین های ویژه(نرهای برتر) و افزایش هزینه نگهداری نمی توان به استفاده دائم از آن تکیه کرد. در روش نگهداری اسپرم بصورت مایع، اسپرم های جمع آوری شده به نسبت های مشخص با رقیق کننده مناسب رقیق می شوند(4و9). کاهش غلظت با حفظ متابولیسم مطلوب، تحرک و باروری مناسب اسپرم ها(به مدت 48 ساعت در 4 در جه سانتی گراد) هدف اصلی ذخیره اسپرم بصورت مایع است(4و9). در رقیق سازی اسپرم برای نگهداری بصورت مایع با افزایش زمان ذخیره سازی، تحرک و باروری کاهش می یابد(4و9). نوع متابولیسم غالب در هنگام ذخیره سازی بصورت مایع هوازی می باشد و نیاز به اکسیژن و تهویه کافی وجود دارد(4)، بطوری که پارکر[1] و مکدانیل[2] (2006) و پارخورست[3] و همکاران (2000) گزارش نمودند که تحرک اسپرم به غلظت اکسیژن و بعضی از یونها مانند کلسیم وابسته است.

تغییرات شدید دمایی در فرآیند انجماد موجب یک شوک سرمایی می شود که جنبه های آسیبی زیادی دارد، بطوری که با پیشرفت روند سرد سازی و انجماد از طرفی آب محیط اطراف و درون اسپرم سرد، شروع به انجماد و تشکیل کریستالهای یخ می کند و از سوی دیگر تغلیظ یونها در دوسوی غشاء اسپرم یک فشار فزاینده بر آن وارد می کند، با افزایش سرعت انجماد، اندازه کریستالهای یخ کوچکتر می شود ولی میزان کریستالهای بیشتری درون سلول تشکیل می شود که در صورت نوسانات دمایی می توانند به کریستالهای بزرگتری تبدیل و موجب صدمه بیشتر شوند(1 ). در جدول 1 شرح مختصری از پرتوکل های انجماد اسپرم طیور آمده است. یکسری تفاوت های بیولوژیکی بین اسپرم طیور و گاو وجود دارد که موجب برتری انجماد اسپرم در گاو شده است. از جمله اینکه نسبت سطح به حجم اسپرم طیور در مقایسه با گاو کمتر است و همچنین اسپرم طیور نخ مانند ولی اسپرم گاو بیلچه مانند می باشد، که موجب یک تفاوت شدید اسمولالیتی غشاء اسپرم گاو (smom 36) و طیور(smom 17) شده است و این نشان می دهد که اسپرم طیور قدرت حجیم شدن کمتری نسبت به اسپرم گاو دارند و این خود اساس تخریب بیشتر در زمان افزایش حجم ناشی از انجماد می باشد و عامل غیر عادی شدن قطعه میانی دم اسپرم و ساختارهای میتوکندریایی درون آن و همچنین قدرت نفوذپذیری غشاء، نسبت به اسپرم تازه است. از طرفی اسپرم گاو نسبت به طیور کوتاهتر است که این ساختار جمع و جور اسپرم گاو، آن را در مقابل آسیب های مکانیکی در طول انجماد مقاومتر می کند. همچنین نسبت طول دم به سر در اسپرم طیور بیشتر از گاو است و موجب حساسیّت بیشتر آن به تخریب انجمادی می شود(8).

فاکتورهای غشائی از جمله سیالیّت، نفوذ پذیری و ترکیبات لیپیدی در اثر انجماد اسپرم تحت تاثیر قرار می گیرند، بطوری که میزان سیّالیّت غشاء و مقدار ترکیبات کاهش می یابد و کاهش قدرت باروری را نیز در پی دارد(2). بلسبویس[4] و همکاران(2005) گزارش کردند که نسبت کلسترول به فسفولیپید غشاء با سیّالیّت آن مرتبط است بطوری که با افزایش این نسبت سیّالیّت افزایش می یابد، از سویی دیگر انجماد موجب کاهش این نسبت و در نتیجه کاهش سیّالیّت و باروری اسپرم می شود. دوآرد[5] و همکاران (2004) گزارش کردند که تخریب قطعه میانی اسپرم در طول انجماد اثر منفی برمتابولیسم دارد، زیرا ساختارهای میتوکندریای اسپرم در این بخش قرار دارند. دوآرد و همکاران(2004) همچنین گزارش کردند که کاهش در فسفو لیپید های غشاء اسپرم رقیق شده به دلیل متابولیسم درونی اسیدهای چرب نمی باشد و این تصور، که کاهش فسفولیپید های غشاء در جهت تأمین انرژی اسپرم است رد می شود، به بیان دیگر باید بدنبال دلایل دیگری برای این اثرات رقیق کننده ها و انجماد بر اسپرم باشیم. پلیز و لانگ(2006) گزارش کردند که انجماد موجب تخریب و آسیب به گلی کوکالیس[6] سطح سلول اسپرم بوقلمون شده و موجب کاهش عملکرد اسپرم بخصوص کاهش باروری می شود. یکی از دلایل حساسیّت اسپرم به انجماد کاهش کربوهیدراتهای سطح غشاء سلولی (لایه گلی کوکالیس) می باشد که عامل اتصال میان اسپرم و تخمک است(8 و 13). اثرات منفی انجماد بر حذف پروتئین های غشاء و در نتیجه باروری تاحدود زیادی ناشی از حذف کربوهیدراتهای متصل به آن می باشد(5).

بلانکو[7] و همکاران (2000) گزارش کردند که با افزایش زمان تعدیل از 1 به 4 ساعت، زنده مانی اسپرم در همه گونه های مورد آزمایش کاهش می یابد، از طرفی با افزایش دمای تعدیل از 4 به 21 در جه سانتی گراد زنده مانی اسپرم به جز در بوقلمون و عقاب در باقی گونه ها مورد آزمایش (خروس، شاه عقاب و باز) کاهش یافته بود. آنها همچنین گزارش نمودند که سرد سازی سریع در تمام گونه ها به جز شاه عقاب و خروس اثرات منفی بر انجماد داشت. بسته بندی منی برای نگهداری در تانک ازت یکی دیگر از مراحل انجماد است(جدول1)، که قبل از قرار دادن منی در تانک ازت برای فرایند انجماد صورت می گیرد. تسولتین[8] و همکاران (1999) تفاوت معنی دار را در بین دو روش بسته بندی با نی[9] و پلت[10] گزارش کردند و باروری نمونه های بسته بندی شده در پلت را بیشتر ارزیابی کردند.

برخی عوامل موثر بر ذخیره سازی و انجماد اسپرم

خصوصیّات فنوتیپی اسپرم، انعکاسی از ویژگی های ژنتیکی حیوان است. بطوری که از نظر متابولیسم(6 و 8)، توانایی انجماد، قدرت باروری(1 و 6)، سیّالیّت غشاء(2)، غلظت ATP، تحرک و زنده مانی در هنگام نگهداری (8)، در بین پرندگان تفاوت گونه ای وجود دارد.هامرستدت[11] وگراهام[12] (1993) گزارش کردند که روش های انتخاب در بین خروس ها براساس میزان باروری منی منجمد، موجب افزایش قدرت باروری منی منجمد و تعداد تخم های بارور می شود. بلسبویس و همکاران (2005) گزارش کردند که توانایی بقای اسپرم در شرایط انجماد، بین گونه های مختلف پرندگان متفاوت است که این تفاوت به میزان سیّالیّت غشاءشان بر می گردد، و همچنین اظهار کردند که این تفاوت گونه ای در سیّالیّت غشاء ناشی از تفاوت بین گونه ای در محتوی کلسترول و پروتئین های غشائی می باشد. لانگ[13](2006) گزارش کرد که از نظر غلظت ATP اسپرم ، سلامت غشائی، باروری و هتچ شدن تخم ها پس از تلقیح با منی یخ گشایی شده در بین لاین های خروس تفاوت معنی داری وجود دارد و در بین گونه های طیور و حتی لاین ها از نظر حساسیّت به انجماد- یخ گشایی ، محتوی ATP و تغییرات گلی کوکالیس در زمان انجماد تفاوت وجود دارد. افزایش سن حیوان نیز اثر منفی بر نگهداری اسپرم بصورت مایع دارد(4 و15). جیره، دفعات جمع آوری و وزن بدن بر کیفیّت اسپرم موثر است(15). جیل[14] و بارباتو[15](2001) گزارش کردند که در واکنش به اثرات گلیسرول ، میزان باروری و هتچ شدن تخم ها پس از لقاح با اسپرم یخ گشایی شده بین پرندگان مختلف تفاوت وجود دارد. لانگ (2006) بیان کرد که در متابولیسم اسپرم تفاوت گونه ای وجود دارد بطوری که بو قلمون توانایی بیشتری برای مسیر تنفس اکسیداتیو و خروس قابلیّت بهتری در استفاده از مسیر گلیکولیز دارد و بر همین اساس، حساسیّت اسپرم خروس و بوقلمون به دماهای پایین متفاوت است. با وجود شباهت های زیاد میان اسپرم طیور، وجود تفاوت در بعضی از ویژگی ها، استفاده از مواد و روش های اختصاصی در فرآیند انجماد اسپرم هر گونه را ضروری می سازد.

جدول(1) : پروتکل های انجماد اسپرم

steps	Tretement	References	Han et al	Tselutin et al	Blesbois et al	Blesbois et al	Blesbois et al
Bird type	duce	rosteer	rosteer	turky	Guinia
1	Diluents	IGGKP	Lake diluent	PBSE	Belsbois et al	IGGK
2	Semen:Diluent	1:1	1:1	1:2	1:4	-----
3	Hold at	5°c – 2h	-6°c - 2h	4°c - 2h	4°c - 2h	4°c - 2h
4	Cryoprotectant	%10 DMSO	%8 DMA	%6 DMA	%8 DMA	%6 DMA
5	Equilibrate at	5°c -15	-6°c – 1 or 30	4°c - 15	4°c - 15	4°c – 15
6	Semen packing	Eppendorf tube	Pellet	pellet	pellet	straw
7	Freezing	Plunged, LN2	Plunged, LN2	Plunged, LN2	Plunged, LN2	Program Freezer
8	Thaw temperature	40° c (water bath)	60° c (hotplate)	60° c (hotplate)	60°c (hotplate)	50°c (water bath)

رقیق سازی و رقیق کننده ها

در ذخیره سازی اسپرم به صورت مایع و یا منجمد، از رقیق کننده برای رقیق سازی استفاده می شود(7و11). کاهش غلظت اسپرم، ایجاد PH و فشار اسمزی مناسب ، تامین متابولیت ها و سوبسترای انرژی از وظایف رقیق کننده می باشد(4، 10، 9 و 5). همچنین از رقیق سازی برای برآورد شاخص کیفیّت اسپرم[16] (SQI) توسط دستگاه آنالیز کیفیت اسپرم[17] ((SQA استفاده می شود (10 و 11). پارکر و مکدانیل(2003 و 2006) گزارش کردند که رقیق سازی موجب کاهش برآورد SQI نمونه های منی می شود، آنها همچنین بهترین میزان رقیق سازی برای برآورد شاخص کیفیت اسپرم توسط SQA را رقیق سازی 1 به 12 (منی به رقیق کننده) برآورد کردند.

رقیق کننده ها اغلب اثراتی کاهشی بر کیفیّت و عملکرد اسپرم دارند(1 و 4). تعدادی از رقیق کننده های متداول در رقیق سازی اسپرم طیور در جدول 2 شرح داده شده است. اکثر رقیق کننده هایی که برای ذخیره سازی اسپرم بکار می روند دارای یک باز نمکی برای تامین فشار اسمزی و PH مناسب می باشند(4). افزایش نرخ رقیق سازی موجب مصرف اکسیژن بیشتر می شود که در نتیجه افزایش متابولیسم، مصرف ATP و تحرک اسپرم را در پی دارد و موجب یک روند نزولی در کیفیّت و عمل اسپرم می شود(11).رقیق کننده موجب تغییر ویسکوزیته منی می شود که تحرک اسپرم را تحت تاثیر قرار می دهد(10 و 11). بلانکو و همکاران(2000) گزارش کردند که مقاومت به فشار اسمزی منی رقیق شده در پرندگان شکاری بیش از پرندگان اهلی است و همچنین رقیق کننده با محیط های ایزوتونیک و هایپرتونیک موجب کاهش اسپرم های زنده می شوند. با وجود کاربرد گسترده رقیق کننده ها در ذخیره سازی اسپرم طیور اطلاعات در مورد اثرات آنها بر کیفیّت و عملکرد اسپرم اندک است.

جدول 2: ترکیبات شیمیایی رقیق کننده های متداول در انجماد اسپرم طیور(مقادیر برحسب گرم در 100 میلی لیتر است )(Han et al).

Lakes solution	B-26	UNIP-6	IGGKP	BPSE	Constituent
			0.900		Glucose
1.000				0.500	Fructose
	3.000				Lactose
		0.280	0.900		Inositol
	1.400	0.040			Glycine
				0.195	TES*
		0.001			EDTA
0.851				0.430	Sodium acetate
1.920	0.200	0.820	1.400	0.867	Sodium glutamate
				0.065	Potassium dihydrogen phosphate
			0.980	2.270	Disodium hydrogen phosphate
			0.210		Sodium dihydrogen phosphate
	0.080				Magnesium acetate
		0.480			Sodium chloride
		0.280			Sodium bicarbonate
0.128	0.200		0.140	0.640	Potassium citrate
0.068				0.034	Magnesium chloride

* TES: N - tris(hydroxy methyl )methyl - 2 - amino ethane sulfonic acid

محافظت کننده های انجماد

پس از کشف اثرات محافظتی گلیسرول بر تحرک اسپرم منجمد طیور توسط پولگ[18] در 1949، پیشرفت های قابل توجهی در استفاده و درک ما از اثرات این ماده و مواد مشابه آن بوجود آمده است(7). افزودن محافظت کننده انجماد به منی یکی از مراحل حیاتی در پروتکل های انجماد اسپرم می باشد.جدول(1)(6). گلیسرول یک محافظت کننده مؤثر برای اسپرم طیور در مقابل اثرات شوک سرمایی است، امّا یک بازدارندگی تولید مثل نیز در تلقیح داخل واژنی در مرغ و بوقلمون ماده برای آن گزارش شده است (6، 7 و 8) و همین امر موجب استفاده از دی متیل سولفوکساید[19](DMSO)، دی متیل استامید[20](DMA) اتیلن گلیکول[21] (EG) و پروپاندیول (PD) و دی متیل فورمامید[22](DMF) در بعضی پروتکل ها بجای گلیسرول به عنوان محافظت کننده انجماد شده است (1 و 7). با این وجود ، تسولتین[23] و همکاران(1999) در یک مقایسه بین اثر محافظت کننده های انجماد برروی اسپرم خروس کمترین سمیّت و آسیب را به ترتیب برای گلیسرول، DMA و DMSO بدست آوردند و همچنین گزارش کردند که باروری منی پس از انجماد و یخ- گشائی با DMA با سرعت انجماد زیاد به نسبت گلیسرول بیشتر بود، در حالی که با سرعت انجماد کم گلیسرول بهترین نتیجه را داد، آنها بیشترین نرخ باروری را در استفاده از DMA در سرعت انجماد بالا با بسته بندی پلت گزارش نمودند (1/4 ± 7/92). همچنین آنها گزارش کردند که DMA موجب کاهش زنده مانی اسپرم در همه گونه های پرندگان مورد آزمایش می شود. بلانکو و همکاران (2000) نیز گزارش کردند که با افزایش غلظت DMA از 37/1 مول کاهش زنده مانی مشاهده شد، در حالی که این کاهش در پرندگان وحشی کمتر بود. غلظت مولاریته گلیسرول بر ویژگی فیزیکی سیتوپلاسم، نفوذپذیری و استحکام غشاء و پیوند کوالان پروتئین های سطح اسپرم اثر می گذارد. گلیسرول همچنین اثرات نامطلوب بر متابولیسم و بیوانرژتیک اسپرم در طول تغییرات دمایی مراحل مختلف انجماد دارد(6). مهمترین اثر ناخوشایند گلیسرول بر اسپرم منجمد، کاهش باروری پس از تلقیح می باشد بطوری که مشاهده شده است در صورت حذف گلیسرول باروری افزایش می یابد (5 و 6). روش Bio Stor Deglyserolation یک روش حذف گلیسرول نمونه های اسپرم منجمد شده پس از یخ گشائی می باشد که موجب کاهش اثرات ضد باروی گلیسرول می شود، که البته بخاطر اثرات مکانیکی سانتریفیوژ بر اسپرم محدودیت کاربرد دارد(5). هان و همکاران(2005) در یک مقایسه بین چهار محافظت کننده انجماد DMA ، DMSO ، DMF و گلیسرول در انجماد اسپرم اردک، استفاده از 10 درصد DMSO را با بهترین نتایج گزارش کردند. گلیسرول موجب افزایش نفوذپذیری غشاء به یونها و در نتیجه افزایش مصرف ATP در جهت تعادل یونی می شود و این خود بالانس بیوانرژتیک اسپرم را تحت تأثیر قرار می دهد و از طرفی از طریق فعال نمودن گلیسرول کنیاز و فسفاتازها مصرف انرژی را افزایش می دهد که موجب تشدید اثرات عدم بالانس بیوانرژتیک می شود(6). احتمال می رود یکی از اثرات سوء گلیسرول بر نسبت کلسترول – فسفولیپید غشاء ناشی از اثر فعال سازی آنزیمی باشد(نویسندگان). همچنین تحقیقات نشان می دهد که گلیسرول بر ساختار های اسکلت سلولی درون سیتوپلاسم سلول اثر منفی دارد(6). هامرستدت و گراهام (1992) بیان کردند که حضور گلیسرول همراه با اسپرم در لوله های ذخیره اسپرم[24](SST) از دلایل اصلی کاهش کیفیّت و تخریب اسپرم طیور است. جیل و بارباتو(2001) اثر گلیسرول بر باروری اسپرم، در تکنیک های تلقیح واژنی و ماگنومی را متفاوت ارزیابی کردند که آنها عدم ماندگاری طولانی مدت اسپرم همراه گلیسرول در ماگنوم به نسبت SST را عامل این افزایش در باروری بیان کردند. گلیسرول همچنین بر اسکلت سلولی، غشاء دولایه لیپیدی، پروتئین های غشائی و ساختار گلی کوکالیس سطح غشاء اثرات منفی دارد(6). به نظر می رسد که به جز اثرات منفی گلیسرول بر اسپرم، تأثیر آن بر دستگاه تولید مثلی حیوان ماده از قبیل تغییر فشار اسمزی، ویژگی های مایع لومینالی و الگوی حرکت مژکها موجب کاهش باروری می شود(1). با وجود اثرات منفی محافظت کننده های انجماد، برای جلوگیری از اثرات شوک سرمایی بر اسپرم استفاده از آنها در فرایند انجماد ضروری می باشد.

متابولیت ها، آنتی بوتیک ها و داروها

متابولیت ها، آنتی بیوتیک ها و داروها نیز جزئی از رقیق کننده می باشند و به همراه آن به منی افزوده می شوند ولی بخاطر اثرات خاص اغلب بصورت جداگانه مورد بررسی قرار می گیرند. اسپرم بصورت طبیعی خود دارای آنتی اکسیدانهای مختلفی می باشد، ولی این آنتی اکسیدانها برای نگهداری طولانی مدت کافی نیستند(4). دوآرد و همکاران (2004) گزارش کردند که افزودن ویتامین E به رقیق کننده اسپرم بوقلمون اثری بر میزان فسفولیپید و مالون دی آلدهید[25] ندارد ولی موجب افزایش تحرک اسپرم مایع پس از 48 ساعت نسبت به نمونه های بدون ویتامین E می شود، که به نظر می رسد این اثرات مثبت به دلیل کاهش اکسیداسیون لیپیدی در نتیجه عمل آنتی اکسیدانی ویتامین E نیست، بلکه ناشی از اثر آن بر استحکام غشاء و فعالیّت حفاظتی از چرخه تنفسی میتوکندری می باشد. پارخورست و همکاران (2000)گزارش نمودند که داروهایی مانند کافئین[26] و پنتکسی فیلین[27] هیچ اثری بر اسپرم بوقلمون که بصورت مایع ذخیره شده بود نداشتند. جیل و بارباتو(2001) گزارش کردند که افزودن پپتید مصنوعی Fertplus پس از یخ گشائی ، باروری اسپرم خروس را 10 تا 15 درصد افزایش می دهد. پارخوست وهمکاران (2000) با بررسی سوبسترا های مختلف (هیدروکس بوتیرات[28]، پیرووات[29] و استات[30]) اثر استات را بر روی ذخیره سازی اسپرم بوقلمون بصورت مایع مثبت ارزیابی کردند و استات را به عنوان یک سوبسترای ضروری معرفی نمودند. آنها همچنین اظهار نمودند استات نسبت به فروکتوز و سیترات که در فرآیند گلیکولایتیک شرکت می کنند و اثر منفی بر انجماد اسپرم دارند، نتایج بهتری دارد، زیرا به نظر می رسد که استات با وارد شدن به چرخه کربس اثرات سوء کمتری بر کیفیّت اسپرم می گذارد. استفاده از آنتی بیوتیک ها در از بین بردن عوامل بیماری زا که به منی وراد می شوند مؤثر است، بطوری که دونوو[31] و همکاران (2004) گزارش کردند که استفاده از آنتی بیوتیک ها موجب کاهش فلور باکتریایی منی طیور می شود، آنهاهمچنین اظهار کردند که جنتامایسین[32] مهمترین آنتی بیوتیک در کاهش جمعیّت های میکروبی منی می باشد، ولی استفاده از مخلوط آنتی بیوتیک های مختلف نیز اثرات مثبتی بر این کاهش دارد. با توجه به شواهد مثبت در مورد اثرات مواد افزودنی به رقیق کننده ها، انجام تحقیقات بیشتر در این زمینه ضروری می باشد.

اثر انجماد بر کیفیّت و قابلیّت بارورسازی

تحرک اسپرم در طیور از اهمیّت بیشتری نسبت به پستانداران برخوردار است زیرا دستگاه تولید مثلی پرنده ماده انقباضات خاصی برای انتقال اسپرم از واژن تا محل سلول تخم ندارد و همین امر اهمیّت تحرک اسپرم در میزان باروری سلول تخم را افزایش می دهد(6). دو ویژگی خاص بیولوژیکی در طیور وجود دارد که میزان باروی اسپرم منجمد را تحت تأثیر قرار می دهند؛ نخست اینکه تنها یک تا دو درصد اسپرم های تخلیه شده در واژن بهSST می رسند و دوم آنکه حجم منی طیور کم و غلظت آن بیشتر از منی پستانداران می باشد که این خود نیاز به رقیق سازی را افزایش می دهد و از طرفی افزایش نرخ رقیق سازی بر باروری اسپرم اثر منفی دارد(8). هر چند ارتباط بین تحرک و باروری خطی نمی باشد ولی بطور کلی همبستگی مثبت در آن دیده می شود(9). تحقیقات بر روی اسپرم پرندگان نشان می دهد که اسپرم تحرکش را از طریق سیستم پیامبر ثانویه cAMP تنظیم می نماید(9). دسترسی به انرژی کافی ، تاژک سالم و متحرک از نیازهای لازم برای تحرک اسپرم است(9). پارکر و مکدانیل گزارش نمودند که نرخ حرکت اسپرم با افزایش رقیق سازی، افزایش می یابد، رقیق سازی ویژگی های اسپرم را تغییر می دهد، بطوریکه آن را فعال تر می کند و موجب خستگی اسپرم و در دراز مدت، کاهش باروری را درپی دارد. آنها همچنین اظهار نمودند، که PH قلیایی، تحرک اسپرم را افزایش می دهد و افزایش کلسیم خارج سلولی و سدیم داخل سلولی موجب افزایش تحرک اسپرم می شود و پتاسیم نیز از طریق تأثیر بر فرآیند جذب O2 توسط اسپرم بر تحرک تأثیر می گذارد.

نوع رقیق کننده (7، 10 و 11)، نرخ رقیق سازی(1 و 11)، نوع محافظت کننده انجماد و مقدار آن(5، 7 و 14)، سرعت سرد سازی(1)، زمان و دمای تعدیل(1، 2، 7، 8 و 14)، فرآیند یخ گشائی(1، 2 و 7)، دسترسی به سوبسترای انرژی(4، 8 و 11)، اسیدیته(11)، فشار اسمزی(1، 6 و 14)، حضور یا عدم حضور پاتوژن ها(3)، تکنیک و فرکانس جمع آوری منی(9) و شیوه تلقیح مصنوعی (6) بر باروری اسپرم منجمد تأثیر دارند. پارکر و مکدانیل (2006) گزارش نمودند که غلظت اسپرم بر باروری اثر معنی داری دارد. پارخواست و همکاران(2000) گزارش کردند که تحرک اسپرم اصلی ترین عامل تعیین کننده در باروری است. بلانکو و همکاران(2000) بیان کردند که غلظت اسپرم در نمونه های منی رقیق شده بر باروری مؤثر است. جیل و بارباتو (2001) گزارش کردند که وجود محافظت کننده های انجماد که اثری ضد تولید مثلی دارند و حذف پروتئین های سطحی که در اتصال اسپرم و تخمک در زمان لقاح شرکت دارند عامل کاهش باروری در اسپرم منجمد می باشد. لانگ(2006) گزارش کرد که انجماد موجب کاهش باروری اسپرم می شود که ناشی از حساسیّت فیزیولوژیکی اسپرم به دماهای پایین است. شاید دلیل آن را بتوان کاهش کربوهیدراتهای سطح سلول(لایه گلی کوکالیس)(8 و 13) و کاهش متابولیسم انرژی(8) در اثر فرآیند انجماد دانست. جیل و بارباتو(2001) گزارش کردند که حذف اسپرم های آسیب دیده از نمونه ها و همچنین حذف گلیسرول پس از یخ گشائی موجب افزایش باروری اسپرم طیور می شود. دونوو و همکاران (2004)اظهار نمودند که حضور باکتری ها در منی منجمد موجب کاهش باروری و انتقال بیماری به تخم، جنین و محصولات حاصل می شود. نوی راولت[33] و بریلارد[34](1999) گزارش کردند که افزایش دفعات جمع آوری اسپرم از 1 به 5 بار در هفته در بوقلمون موجب افزایش باروری می شود، همچنین افزایش فرکانس جمع آوری موجب کاهش اسپرم های غیر نرمال می شود. احتمالاً این اثرات افزایش دفعات جمع آوری در منی منجمد هم اثر مثبت خواهد داشت. تکنیک جمع آوری منی بر آلودگی مدفوعی و باکتریایی آن مؤثر است که می تواند بر عملکرد اسپرم اثر داشته و انجماد آن را تحت تأثیر قرار دهد(3). هان[35] و همکاران(2005) گزارش کردند که بهترین زمان تعدیل 15 دقیقه و بهترین دمای یخ گشائی 40 درجه سانتی گراد بود که 62 درصد باروری را به همراه داشت و از طرفی عدم تعدیل موجب کاهش تحرک اسپرم پس از یخ گشائی می شود. با وجود یک همبستگی مثبت میان غلظت ATP و تحرک اسپرم (9 و 11)، شواهدی مبنی بر کاهش تحرک اسپرم در اثر افزایش بیش از حد ATP وجود دارد (11). با توجه به شواحد فراوان از اثرات انجماد بر غشاء اسپرم احتمال می رود باروری و کیفیت اسپرم تحت تأثیر این اثرات قرار گیرند.

منابع

Blanco, J. M., G. Gee, D. E. Wildt, and A. M. Donoghue. 2000. Species Variation in Osmotic, Cryoprotectant, and Cooling Rate Tolerance in Poultry, Eagle, and eregrine Falcon Spermatozoa. Biology of Reproduction. 63: 1164–1171.
Blesbois, E., I. Grasseau, and F. Seigneurin. 2005. Membrane fluidity and the ability of domestic bird spermatozoa to survive cryopreservation. Reproduction: 129: 371–378.
Donoghue, A. M., P. J. Blore, K. Cole, N. M. Loskutoff, and D. J. Donoghue. 2004. Detection of Campylobacter or Salmonella in Turkey Semen and the Ability of Poultry Semen Extenders to Reduce Their Concentrations. Poultry Science. 83: 1728–1733.
Douard, V., D. Hermier, M. Magistrini, C. Labbe, E. Blesbois. 2004. Impact of changes in composition of storage medium on lipid content and quality of turkey spermatozoa. Theriogenology. 61: 1–13.
Gill, S. P., and G. F. Barbato. 2001. Cryopreservation of Rooster Sperm: Influence of Genotypes and Methodologies. International Animal Agriculture and food Science conference. Indianapol. 1 – 21.
Hammerstedt, R. H., and J. K. Graham. 1992. Cryopreservation of Poultry Sperm: The Enigma of Glycerol’s. Cryobiology. 29: 26-38.
Han, X. F., Z. Y. Niu, F. Z. Liu, and C. S. Yang. 2005. Effects of Diluents, Cryoprotectants, Equilibration Time and Thawing Temperature on Cryopreservation of Duck Semen. International Journal of Poultry Science. 4(4): 197- 201.
Long, J. A. 2006.Avian Semen Cryopreservation: What Are the Biological Challenges? Poultry Science. 85: 232–236.
NOIRAULT, J., and J. P. BRILLARD. 1999. Effects of Frequency of Semen Collection on Quantitative and Qualitative Characteristics of Semen in Turkey Breeder Males1. Poultry Science. 78: 1034–1039.
Parker, H. M., and C. D. McDaniel. 2003. Semen Dilution Prior to Analysis Influences the Ability of the Sperm Quality Analyzer to Predict Fertility Whether Inseminating With a Constant Number of Sperm or a Constant Volume of Semen. Poultry Science. 82: 1808–1815.
Parker, H. M., and C. D. McDaniel. 2006. The Immediate Impact of Semen Diluent and Rate of Dilution on the Sperm Quality Index, ATP Utilization, Gas Exchange, and Ionic Balance of Broiler Breeder Sperm. Poultry Science. 85: 106–116.
ParKhurst, A., A. N. Korn, and R. J. Thurston. 2000. The Effects of Methylxanthines on the Mobility of Stored Turkey Sperm. Poultry Science. 79: 1803-1809.
Pelaez, J., and J. Long. 2006. Storage of turkey semen at 4 0C for 24h alters the sperm Glycocalyx. Poultry Science Association Annual meeting. (abstract 111) 54 -55.
Tselutin, K., F. Seigneurin, and E. Blesbois. 1999. Comparison of Cryoprotectants and Methods of Cryopreservation of Fowl Spermatozoa. Poultry Science. 78: 586–590.
Zhang, Y. Y. 2006. Semen characterization and sperm storage in Cabots Tragopan. Poultry Science. 85: 892-898.

[1] - parker

[2] - Mcdaniel

[3] - ParKhurst

[4] - Blesbois

[5] - Douard

[6] - Glycocalyx

[7] - Blanco

[8] - Tselutin

[9] - Straw

[10] - Pellet

[11] - Hammerstedt

[12] - Graham

[13] - Long

[14] - Gill

[15] - Barbato

[16] - Sperm Quality Index

[17] - Sperm Quality Analyzer

[18] - Polg

[19] - Dimethylsulfoxide

[20] - Dimethylacetamide

[21] - Dimethylformamide

[22] - Ethylene glycol

[23] - Propanediol

[24] - Sperm Storage Tubules

[25] - malondialdehyde

[26] - Caffeine

[27]- Pentoxifylline

[28] - Hydroxybutyrat

[29] -Pyruvate

[30] -Acetate

[31] - Donoghue

[32] - Gentamicin

[33] - Noirault

[34] - Brillard

[35] - Han

منبع: سازمان نظام مهندسی کشاورزی

http://www.agri-eng.org/fa/10_/103_/

انجماد و ذخیره اسپرم طیور

منبع: سازمان نظام مهندسی کشاورزی

مطالب مشابه :

جفت انداختن قناری

شعر طنز دختر دم بخت

می پریم پایین هوا میریم

اصول تغذيه و جيره غذايي درپرورش قرقاول

اصول پرورش و نگهداري قرقاول

آشنایی با خصوصیات رفتاری قرقاول ها به منظور انتخاب و نگهداری آنها

اَبيا

انجماد و ذخیره اسپرم طیور

آشنايي با قرقاول